上海乾思生物
生命科学产品一站式供应商
服务热线：021-34556080
生命科学产品一站式供应商
服务热线：021-34556080
产品型号：
更新时间：2025-11-12
厂商性质：代理商
访 问 量 ：834
021-34556080
相关文章
HIEC-6人正常肠上皮细胞
一、细胞基本生物学特性
HIEC-6人正常肠上皮细胞源自正常人体近端小肠黏膜组织，经原代分离纯化建立的亚型细胞系，属正常二倍体肠上皮细胞，保留小肠上皮细胞的核心形态与生理功能，增殖能力有限（传代次数约 18-25 代，略高于普通 HIEC 细胞），是研究肠道生理代谢、屏障功能、肠道疾病机制及药物肠道安全性评估的优质体外模型。其在模拟肠道上皮极性建立、屏障完整性维持及对肠道内外刺激的特异性响应方面表现稳定，广泛应用于消化病学、营养学、药理学及毒理学领域。
形态上，该细胞呈典型小肠上皮细胞形态：贴壁生长时为不规则多边形或短柱状，细胞排列紧密形成连续单层上皮，极性明确（apical 侧朝向培养基表面，basolateral 侧贴附培养皿，wan美复刻肠道黏膜上皮的腔面 - 基底侧结构），胞体直径 13-19μm；胞质均匀透亮，HE 染色呈淡嗜酸性，apical 侧富含微绒毛（电镜下可见密集排列的刷状缘结构，长度约 1-2μm，是营养吸收的核心结构基?。?，细胞间可见连续的紧密连接与黏附连接（免疫荧光染色可观察到 ZO-1 蛋白在细胞边界形成线状分布）；细胞核呈圆形或椭圆形，位于细胞 basolateral 侧，核仁 1 个（清晰可见），染色质呈细网状，核分裂象偶见（正常培养条件下分裂象比例约 1%-3%，增殖活性温和且稳定，符合正常体细胞特性）。体外培养时，细胞形态随功能状态动态变化：融合形成完整单层后，紧密连接成熟，呈现典型 “铺路石样" 排列；经肠道致病菌（如沙门氏菌）、炎症因子（如 TNF-α）处理后，细胞间隙增宽，紧密连接断裂，微绒毛脱落，精准模拟体内肠道屏障损伤的病理特征，确保实验结果与临床肠道疾病的相关性。
功能特性方面，HIEC-6 细胞具备正常小肠上皮细胞的三大核心功能，且亚型特异性使其功能稳定性更优。一是肠道屏障功能：可形成高完整性的上皮屏障，高表达紧密连接蛋白（ZO-1、occludin、claudin-1/4）、黏附连接蛋白（E - 钙黏蛋白）及上皮细胞黏附分子（EpCAM），融合后跨上皮电阻（TEER）值可达 350-550 Ω?cm2（高于普通肠上皮细胞，屏障完整性更接近体内正常肠道黏膜）；能有效阻挡大分子物质（如荧光su钠、 FITC - 葡聚糖）渗透，通透系数（Papp）≤1×10?? cm/s，模拟肠道对有害物质的阻隔作用，是研究肠道屏障损伤与修复的理想模型。二是营养物质吸收功能：高表达小肠特异性营养转运体，如 apical 侧的葡萄糖转运体 SGLT1、果糖转运体 GLUT5、中性氨基酸转运体 B?AT1、长链脂肪酸转运体 CD36，且转运活性稳定（葡萄糖吸收速率达 0.6-1.2 nmol/min/mg protein）；可通过主动转运与被动扩散两种方式，高效吸收碳水化合物、氨基酸、脂肪酸等营养物质，wan美复刻体内小肠的营养吸收过程，适用于营养代谢机制与吸收障碍疾病研究。三是肠道稳态与响应功能：具备完整的肠道防御与信号响应体系，可分泌黏蛋白 MUC2（维持黏液屏障）、防御素 β1（抗菌防御）及抗炎因子 IL-10（调节肠道炎症平衡）；对肠道益生菌代谢产物（如短链脂肪酸）敏感，处理后可上调紧密连接蛋白表达，TEER 值提升 20%-30%，增强屏障功能；对肠道刺激物（如脂多糖 LPS、致病菌毒素）响应显著，1μg/mL LPS 处理 24 小时后，炎症因子 IL-8、IL-6 表达升高 6-9 倍，TEER 值下降 45%-55%，模拟肠道炎症状态下的上皮响应，为肠道炎症疾病机制研究提供可靠模型。
分子表型上，该细胞高表达小肠上皮细胞特异性标志物，亚型标识明确：细胞角蛋白 20（CK20，胞质阳性，阳性率≥95%，小肠上皮细胞特异性标志物，区别于结肠上皮细胞的 CK19）、绒毛蛋白 villin（apical 侧刷状缘阳性，阳性率≥90%，小肠上皮微绒毛特征性标志物）、紧密连接蛋白 ZO-1（细胞间连接阳性，阳性率≥88%），其中 CK20?villin?双阳性是其小肠上皮细胞身份的核心鉴定依据；同时表达营养转运相关分子（SGLT1 阳性率≥85%、GLUT5 阳性率≥80%）、防御相关蛋白（MUC2 阳性率≥75%）；细胞内信号通路符合肠道上皮调节机制：NF-κB 通路（炎症刺激时激活，调控炎症因子表达）、AMPK 通路（调控能量代谢与营养吸收）、Wnt/β-catenin 通路（维持上皮细胞增殖与分化平衡）；核型稳定（46,XX/XY 正常二倍体，染色体畸变率 < 1%），无致瘤性（裸鼠接种后无肿瘤形成），功能稳定性优于普通肠上皮细胞系，确保实验的可重复性与可靠性。
二、体外培养关键条件
HIEC-6 细胞的培养需重点维持其屏障功能、极性结构及转运体活性，亚型对培养条件的适配性更具特异性，需精准控制以下参数。
培养基选择：优先使用 DMEM/Ham's F-12（1:1）混合培养基，添加 10% 胎牛血清（FBS，低内毒素≤5 EU/mL，选择热灭活血清以?；そ裘芰咏峁梗?、2 mmol/L L - 谷an酰胺、1% 非必需氨基酸（NEAA）、10 ng/mL 表皮生长因子（EGF，促进上皮细胞增殖与极性建立）、5 μg/mL 胰岛素、100 U/mL 双抗；培养基 pH 值控制在 7.2-7.4，渗透压 285-305 mOsm/kg（模拟肠道内环境渗透压，渗透压异?；岬贾伦颂寤钚韵陆?30% 以上）。开展屏障功能实验时，使用无血清培养基（避免血清成分干扰 TEER 检测）；营养吸收实验需用含 2% FBS 的培养基饥饿 12 小时（减少细胞内营养储备干扰）。
培养环境参数：温度稳定维持在 37℃±0.5℃，CO?浓度 5%±0.3%，相对湿度≥95%；温度波动超过 ±1℃会导致细胞增殖率下降 30%，ZO-1 表达减少 40%；CO?浓度低于 4% 会导致培养基 pH 升高，细胞极性紊乱；高于 6% 则导致细胞皱缩、微绒毛脱落，需通过培养箱实时监控调整；模拟肠道缺氧环境时（如炎症性肠病中的缺血状态），可将氧气浓度降至 5%-8%，诱导 HIF-1α 表达，用于肠道缺血损伤研究。
传代操作要点：细胞融合度达 85%-90% 时及时传代（避免过度融合导致接触抑制，影响屏障形成）；操作步骤：用无菌 PBS 轻柔清洗 2 次（避免剧烈冲洗破坏微绒毛与紧密连接），加入含 EDTA 的 0.25% 消化液（温和消化，防止损伤细胞表面转运体），37℃孵育 3-5 分钟（镜下见细胞间隙增大后立即终止），加入含血清的培养基中和，轻柔吹打至单细胞悬液，按 1:2-1:3 比例接种至预包被胶原 Ⅳ 的培养皿（胶原 Ⅳ 可提升细胞黏附与极性建立效率，贴壁率≥95%）；传代次数建议不超过 22 代，避免细胞衰老导致功能衰减。
关键注意事项：细胞对血清批次高度敏感（不同批次血清可能导致 TEER 值波动 35%、SGLT1 活性差异 40%），建议长期使用同一批次肠道细胞专用血清，更换前需验证 CK20 表达、TEER 值及葡萄糖吸收活性，确保与原批次差异 < 15%；培养过程中避免频繁换液（每 3 天换液 1 次，频繁换液会破坏细胞分泌的黏液层）；定期检测 TEER 值（融合后每 24 小时检测 1 次，TEER 值低于 300 Ω?cm2 时需更换细胞）；操作时严格无菌（肠道细胞易受真菌污染，超净台需定期消毒，培养基可添加 0.1% 抗真菌试剂）。
三、核心科研应用领域
肠道屏障功能研究：可构建多种屏障损伤模型（LPS 诱导的炎症性损伤、高糖诱导的代谢性损伤、缺血缺氧诱导的缺血性损伤），通过检测 TEER 值、紧密连接蛋白表达、大分子渗透速率，解析屏障损伤的分子机制（如 NF-κB 激活导致紧密连接降解）；评估屏障?；ひ┪铮ㄈ缫嫔?、谷an酰胺、植物提取物）的修复效果（如促进 ZO-1 重新分布，TEER 值回升），为炎症性肠病、肠易激综合征、糖尿病肠道并发症等疾病的机制研究与治疗提供依据。
营养代谢与吸收研究：适用于解析小肠对碳水化合物、氨基酸、脂肪酸的吸收机制，如验证 SGLT1 在葡萄糖吸收中的关键作用（抑制剂处理后吸收效率下降 85% 以上）；研究激素（胰岛素、胰高血糖素）、肠道菌群代谢产物（短链脂肪酸）对营养转运的调节作用；分析吸收障碍疾?。ㄈ缛槊有骸⒍坛ψ酆险鳎┑牟±砘?，为营养学研究与临床营养干预提供实验支持。
药物肠道安全性与吸收评估：可用于口服药物的肠道黏膜毒性筛查（检测细胞活力、TEER 值、LDH 释放），评估药物对肠道屏障的损伤风险；研究药物对肠道营养吸收的影响（如药物是否抑制转运体活性）；通过 Transwell 小室模型，检测药物从 apical 侧到 basolateral 侧的渗透速率，预测口服药物的生物利用度，为药物临床前安全性评价与剂型优化提供关键数据。
肠道炎症与稳态研究：可模拟肠道炎症微环境，研究炎症因子（IL-1β、TNF-α）对肠道上皮的影响（诱导炎症因子分泌、促进细胞凋亡）；分析肠道益生菌与上皮细胞的互作（如益生菌分泌的细菌素可抑制上皮细胞炎症反应）；探索肠道免疫细胞（巨噬细胞、树突状细胞）与上皮细胞的协同作用（共培养体系中增强抗菌防御能力），为肠道炎症疾病的免疫机制研究与益生菌应用提供模型。
四、质量控制与使用注意事项
（一）质量控制标准
细胞活力与表型：台盼蓝染色活力≥90%，传代后 24 小时贴壁率≥90%；流式细胞术检测 CK20?villin?细胞比例≥90%，ZO-1?细胞比例≥88%；HE 染色可见典型小肠上皮形态（极性明确、微绒毛完整、细胞间连接紧密），成纤维细胞污染率（Vimentin 阳性）<1%。
功能验证：融合后 TEER 值≥350 Ω?cm2；葡萄糖吸收活性≥0.6 nmol/min/mg protein；1μg/mL LPS 处理 24 小时后，IL-8 表达升高≥6 倍，TEER 值下降≥45%。
遗传与安全性：染色体核型为 46,XX/XY 正常二倍体，畸变率 < 1%；STR 分型与标准 HIEC-6 细胞图谱一致性≥95%；端粒酶活性阴性，裸鼠接种无肿瘤形成。
污染检测：无细菌、真菌、支原体污染；无 HIV、HBV、HCV 污染；无其他细胞系交叉污染。
（二）使用注意事项
培养操作：每 5 代验证表型与功能（CK20/villin 表达、TEER 值、转运活性），避免表型漂移；与肠道肿瘤细胞（如 Caco-2）分开培养，防止交叉污染；轻柔操作，避免反复离心或剧烈吹打（防止微绒毛与紧密连接破坏）。
实验设计：屏障功能实验设空白对照、阳性损伤组（LPS）与溶剂对照；营养吸收实验设转运体抑制剂对照（如根皮苷抑制 SGLT1）；共培养实验设单种细胞对照。
冻存复苏：冻存对数生长期细胞（融合度 70%、TEER≥400 Ω?cm2），冻存液为 DMEM/F12+10% DMSO+20% FBS+10 ng/mL EGF，梯度降温；复苏后 48 小时检测活力≥80%，72 小时检测 TEER≥320 Ω?cm2，功能恢复后再实验。
安全防护：遵守生物安全二级规范（生物安全柜操作，穿戴手套、护目镜）；废弃培养物用 0.5% 次氯酸钠处理 30 分钟后高压灭菌；实验人员定期体检，避免职业暴露。
Copyright © 2025 上海乾思生物科技有限公司版权所有 备案号：沪ICP备2023041625号-1
技术支持：化工仪器网 管理登录 sitemap.xml
当前位置：
上一个：
返回列表
